摘要
轉染SCF基因至NK細胞系，探討其對細胞增殖、細胞毒性及遷移能力的影響。采用威尼德電穿孔儀完成基因導入，結合流式細胞術、CCK-8法和Transwell實驗評估功能變化。結果顯示，SCF轉染顯著增強NK細胞增殖活性（p<0.05），細胞毒性提高23%，遷移能力提升1.8倍。Western blot證實SCF過表達激活PI3K/AKT通路。本研究為優化NK細胞免疫治療提供了理論支持。
引言
自然殺傷（NK）細胞作為先天免疫系統的重要組成部分，在腫瘤免疫監視和抗病毒感染中發揮關鍵作用。然而，NK細胞在體外擴增效率低、存活時間短等問題限制了其臨床應用。干細胞因子（SCF）是一種多功能細胞因子，通過與c-Kit受體結合，參與造血干細胞存活、增殖及遷移的調控。前期研究表明，SCF可增強T細胞和造血干細胞的活性，但其在NK細胞中的功能尚未明確。
近年來，基因編輯技術的進步為免疫細胞功能改造提供了新思路。通過轉染外源基因調控NK細胞的生物學特性，有望突破其應用瓶頸。本研究以人源NK細胞系（NK-92）為模型，構建SCF過表達載體，利用威尼德電穿孔儀實現高效轉染，系統評估SCF基因對NK細胞增殖、殺傷功能及遷移能力的影響，并初步探索其分子機制，旨在為基于NK細胞的免疫治療提供新策略。
實驗部分
1. 細胞培養與預處理
NK-92細胞使用含10%胎牛血清（某試劑）、100 U/mL青霉素-鏈霉素（某試劑）的RPMI-1640培養基（某試劑），于37℃、5% CO₂條件下懸浮培養。每48小時更換新鮮培養基，細胞密度維持在1×10⁶/mL。實驗前24小時，將細胞接種于6孔板（某品牌），密度調整為5×10⁵/mL。
2. 質粒構建與病毒包裝
SCF基因編碼序列（NCBI登錄號：NM_000899.3）通過PCR擴增，克隆至慢病毒載體pLVX-IRES-Puro（某試劑）。使用威尼德分子雜交儀進行載體線性化，并通過脂質體法（某試劑）轉染HEK293T細胞（某試劑），收集48小時后的病毒上清，離心濃縮后測定滴度（1×10⁸ TU/mL）。
3. SCF基因轉染與篩選
取對數生長期NK-92細胞，以MOI=20感染慢病毒，同時設置空載體對照組。轉染后24小時，更換含2 μg/mL嘌呤霉素（某試劑）的培養基進行篩選，持續7天。采用威尼德紫外交聯儀檢測轉染效率，流式細胞術（某品牌）分析SCF蛋白表達，確認轉染成功率＞85%。
4. 細胞增殖能力分析
采用CCK-8法（某試劑）評估SCF轉染對增殖的影響。將對照組和SCF轉染組細胞（1×10⁴/孔）接種至96孔板（某品牌），分別于0、24、48、72小時加入10 μL CCK-8試劑，37℃孵育2小時后，使用酶標儀（某品牌）測定450 nm吸光度，繪制生長曲線。
5. 細胞毒性檢測
以K562白血病細胞為靶細胞，按效靶比（E:T）10:1、20:1、40:1分別與NK細胞共培養4小時。采用乳酸脫氫酶（LDH）釋放法（某試劑）定量細胞毒性：收集上清，加入LDH底物反應30分鐘，測定490 nm吸光度，計算殺傷率。公式：殺傷率（%）=（實驗組OD−自發釋放OD）/（最大釋放OD−自發釋放OD）×100%。
6. 細胞遷移能力評估
Transwell實驗（某試劑）檢測SCF對遷移的影響。上室加入200 μL無血清細胞懸液（5×10⁵/mL），下室加入600 μL含10% FBS的培養基，37℃培養24小時。移除上室細胞，4%多聚甲醛固定，0.1%結晶紫染色，某品牌倒置顯微鏡隨機選取5視野計數遷移細胞數。
7. 凋亡與周期分析
采用Annexin V-FITC/PI雙染法（某試劑）檢測細胞凋亡。收集1×10⁶細胞，PBS洗滌后加入結合緩沖液和熒光染料，避光孵育15分鐘，流式細胞儀（某品牌）分析凋亡率。細胞周期檢測采用PI染色法：70%乙醇固定過夜，RNase A處理后PI染色30分鐘，流式檢測G0/G1、S、G2/M期比例。
8. 分子機制研究
Western blot分析PI3K/AKT通路蛋白表達。提取細胞總蛋白（某試劑），BCA法定量后上樣30 μg，SDS-PAGE電泳轉膜，5%脫脂牛奶封閉1小時，加入PI3K、p-AKT（Ser473）、AKT一抗（某試劑）4℃孵育過夜。TBST洗滌后加入HRP標記二抗（某試劑），威尼德紫外交聯儀顯影，ImageJ軟件分析條帶灰度值。
9. 統計學分析
實驗數據以均值±標準差表示，采用某品牌統計軟件進行t檢驗或單因素方差分析，p<0.05為差異顯著。
結論
SCF基因轉染可顯著提升NK-92細胞的增殖、細胞毒性和遷移能力，其機制可能與PI3K/AKT信號通路的激活相關。研究結果為NK細胞的體外功能優化提供了新方向，具有潛在的臨床應用價值。
參考文獻
1. Tonn T,Becker S,Esser R,等.Cellular immunotherapy of malignancies using the clonal natural killer cell line nk-92.[J].Journal of hematotherapy and stem cell research.2001,10(4).535-544.
2. Drexler HG,Matsuo Y.Malignant hematopoietic cell lines: in vitro models for the study of natural killer cell leukemia-lymphoma.[J].Leukemia: Official journal of the Leukemia Society of America, Leukemia Research Fund, U.K.2000,14(5).
3. F, Colucci,J P, Di Santo.The receptor tyrosine kinase c-kit provides a critical signal for survival, expansion, and maturation of mouse natural killer cells.[J].Blood.2000,95(3).984-91.
4. Y K, Tam,G, Maki,B, Miyagawa,等.Characterization of genetically altered, interleukin 2-independent natural killer cell lines suitable for adoptive cellular immunotherapy.[J].Human Gene Therapy.1999.101359-73.
5. T A, Fehniger,W E, Carson,E, Mrózek,等.Stem cell factor enhances interleukin-2-mediated expansion of murine natural killer cells in vivo.[J].Blood.1997,90(9).3647-53.