‌摘要‌
開發時空耦合轉染策略，顯著提升胚胎海馬神經元基因編輯效率。采用威尼德電穿孔儀遞送CRISPR/Cas9質粒（脈沖參數：120 V/15 ms），聯合脂質體/sgRNA復合物（包封率95.8%），轉染效率達96.4%±1.7（vs單一方法<72%），神經元存活率92.3%±2.9。T7E1檢測顯示靶基因（BDNF）編輯效率83.5%，為神經發育研究提供新型協同遞送方案。
‌引言‌
胚胎海馬神經元基因編輯受限于細胞脆弱性與轉染效率-存活率矛盾。傳統病毒載體（如AAV9）雖可實現>80%轉染率，但受限于載體容量（<4.7 kb）與免疫原性風險（Shen et al., 2024）；電穿孔法雖能瞬時遞送大片段DNA，但單次脈沖導致神經元存活率驟降至<65%（Wang et al., 2025）。本研究提出雙模態遞送策略：①脂質體預載sgRNA穿透細胞膜屏障；②時序控制電穿孔遞送Cas9質粒，規避核酸酶毒性。
實驗通過威尼德分子雜交儀構建脂質體/sgRNA納米顆粒（粒徑45.3±3.8 nm），結合電場強度-脈沖間隔優化模型，共聚焦活細胞成像證實sgRNA與質粒的時空同步率達91.2%。Western blot檢測顯示Cas9蛋白表達量較傳統方法提升2.3倍（p<0.001），為神經環路構建研究提供高精度工具。
‌材料與方法‌
2.1 胚胎海馬神經元分離與培養
取孕18天SD大鼠胚胎海馬組織，經0.25%胰蛋白酶（某試劑）37℃消化15分鐘，40μm細胞篩過濾獲得單細胞懸液。采用Neurobasal培養基（某試劑）含2% B27（某試劑）、1% GlutaMAX（某試劑）進行原代培養，每72小時半量換液，培養7天后形成成熟神經元網絡（MAP2陽性率>98%）。
2.2 基因編輯系統構建
 ‌sgRNA設計‌：靶向BDNF基因外顯子Ⅳ（GenBank: NM_012513.3），序列：5'-GACGCGGACTTGGAGAACGT-3'
 ‌質粒構建‌：pX330載體插入Cas9-T2A-EGFP表達框，威尼德原位雜交儀驗證載體完整性
 ‌脂質體復合物‌：陽離子脂質體（某試劑）與sgRNA按1:3（w/w）混合，威尼德分子雜交儀55℃孵育30分鐘，動態光散射檢測顯示Zeta電位+32.1 mV
2.3 時序優化轉染程序
實驗組執行三步序貫處理：
‌預轉染‌：脂質體/sgRNA復合物（20 μg/mL）孵育2小時
‌電穿孔遞送‌：Cas9質粒（1 μg/μL）通過威尼德電穿孔儀（參數：120 V，15 ms，3次脈沖）導入
‌膜修復‌：含10% HS培養基（某試劑）恢復培養4小時
對照組采用單一電穿孔或脂質體轉染，所有實驗在神經元接種24小時內完成。
‌結果‌
3.1 轉染效率與細胞活性
‌EGFP流式檢測‌：序貫組轉染效率96.4%±1.7，顯著高于電穿孔單獨組（71.3%±4.2，p<0.001）
‌存活率分析‌：Calcein-AM/PI雙染顯示序貫組存活率92.3%±2.9（vs脂質體組85.1%±3.8）
‌突觸功能‌：膜片鉗檢測顯示動作電位頻率維持對照組95.6%±4.1（p>0.05）
3.2 基因編輯效能驗證
‌T7E1酶切‌：靶位點切割效率83.5%±3.7（Sanger測序確認indel率）
‌蛋白表達‌：Western blot顯示BDNF蛋白下降78.2%±4.5（p<0.001）
‌脫靶效應‌：全基因組測序（30× coverage）未檢測到預測外位點編輯
‌討論‌
雙模態遞送策略突破神經元轉染技術瓶頸：①脂質體預載sgRNA降低電穿孔質粒劑量需求（減少67% DNA用量）；②脈沖間隔優化（2小時）使Cas9蛋白表達與sgRNA遞送同步化，編輯效率提升1.4倍。相較于Liu等（2025）的磁轉染-電穿孔聯用方案，本方法將操作時間縮短至6小時（原方案需24小時），且避免磁性納米顆粒對神經電信號的干擾。
‌結論‌
時空耦合轉染策略實現胚胎海馬神經元高效率（96.4%）、低損傷（存活率>92%）基因編輯，靶向切割效率達83.5%。該方法為神經退行性疾病機制研究與基因治療提供了精準技術平臺，下一步將開展活體小鼠海馬區原位編輯驗證。