酶生物試劑實驗原理：

DNA重組技術的第一步是從不同來源的DNA上將待克隆的DNA片段特異性切下，同時在載體DNA分子（一般為質粒DNA）上打開相應的缺口，然后將兩者連接成重組DNA分子。這一特異性的切割過程常由特定的限制性核酸內切酶來完成。

目前在細菌中發現有600多種限制性核酸內切酶，根據其性質的不同可分為三大類，分別為I、II和III類：I類酶識別部位和切點不同，切斷部位不定；III類酶的識別部位和切點不同，但切斷特定部位；II類酶切斷識別部位或其附近的特定部位，酶切后的雙鏈DNA的末端是粘性末端，某些限制酶產生平末端。因此，應用于基因工程研究用的限制酶，一般全是II類酶，現在市場上銷售的酶都屬于II類酶。

酶生物試劑實驗注意事項：

反應溫度：常規酶切反應在37℃進行，但有些酶的最佳反應溫度并不是此溫度，如SmaI，最適反應溫度為30℃，故最好根據所選用的酶來確定反應溫度。當采用聯合酶切進行實驗時，尤其要注意選擇的反應溫度是否都滿足兩者的要求，如果有一個酶的最適溫度不符，建議分步酶切。

緩沖體系：按鹽離子濃度可將緩沖溶液分為三類：高鹽、中鹽和低鹽。緩沖液配制為10×母液，酶切時稀釋10倍。常規酶切中均選用最佳緩沖液進行酶切反應，但聯合酶切時，根據廠商提供的聯合酶切緩沖液選擇表選擇緩沖液或采用萬能緩沖液。

反應時間：常規酶切反應時間為1.5 小時，但可根據酶切對象和酶的用量將保溫時間延長2～3 小時，有時甚至可以過夜。一般來說，在DNA 量固定的前提下，長時間酶切所需的酶量可適當減少，所以在大劑量酶切DNA 時，可以考慮酶切過夜。

加入酶量：實驗中常常出現酶量加入過多酶切效果反差的現象，這主要是酶的貯存液中含有50％的甘油，但酶量加入過多，超過酶反應體系的10％時，過多的甘油抑制了限制性內切酶活性。因此，在酶切反應時，酶量的加入原則：不超過反應總體積的10％，在能切開的條件下加入越少越好（可減少酶的Star 活性）。

DNA 純度：DNA樣品中常含有蛋白含量過高、有機溶劑（苯酚或氯仿）殘留、高濃度的RNA 等雜質影響酶切；DNA 濃度過高會導致酶切失敗，一般DNA 的質量濃度在1μg/μl 體系中能取得好的酶切效果。當發生不明原因的酶切失敗時，常用的解決方法是采用稀釋酶切，即將酶切體系放大，將雜質相對濃度稀釋，這樣不需增加酶量就能取得較好的酶切效果。